La recolección de especímenes es una etapa fundamental en el estudio de la biodiversidad. Muchos grupos de organismos, particularmente invertebrados, no pueden ser determinados únicamente por observaciones directas en terreno, ni a través de imagenes, por lo que es indispensable recolectar individuos lo más completos posible para su estudio y conservación en colecciones biológicas establecidas y permanentes. Asimismo, los especímenes que se obtienen del trabajo de campo, siempre que sean colectados, fijados y preservados mediante los métodos más apropiados, y se conserven asociados a la información mínima registrada al momento de la recolección, mantendrán implícito un enorme potencial de múltiples usos, tanto en investigación científica, como en actividades educativas o de divulgación.
La recolección de ejemplares es fundamental para registrar la presencia de una especie en un lugar y tiempo determinados y construir los inventarios que permitan evaluar la importancia biológica de una localidad, región o del país en su totalidad. Esta información cobra especial relevancia ante las amenazas que representan las actividades humanas en los ecosistemas naturales y los efectos del cambio climático global, cuyo estudio requiere de registros espaciales y temporales de la biodiversidad. Por otro lado, los especímenes que no son conservados adecuadamente, constituyen una perdida invaluable que no podrá ser recuperada posteriormente, aunque se obtengan nuevos ejemplares, pues ellos representan una ventana irrepetible, que muestra la situación particular de una especie o de su entorno, en un determinado momento y lugar.
En esta sección se presenta información sobre las prácticas recomendadas para la recolección y conservación de especímenes en terreno —con enfasis en invertebrados—, así como también otros recursos útiles en estas etapas iniciales del proceso curatorial que da origen a las colecciones biológicas que sustentan nuestro conocimiento sobre la biodiversidad.
Colecta manual
Cualquier espécimen biológico encontrado recientemente muerto o eutanasiado adecuadamente para el efecto, puede ser conservado e ingresado en una colección biológica, siempre que ello no contravenga la legislación vigente (véase detalles aquí). En este sentido, un ejemplar encontrado ocasionalmente constituye un registro valioso, que puesto a disposición de investigadores calificados, puede contribuir significativamente al conocimiento de la especie a la que corresponde.
En principio, todo espécimen se puede conservar sumergido en etanol al 70% y acompañado de una etiqueta en la que se registre la información mínima del evento de recolección. El etanol (también se puede usar alcohol comercial, que generalmente se vende al 96%) actúa como fijador y conservador, deteniendo el proceso de descomposición orgánica y asegurando la preservación indefinida del ejemplar, en condiciones físicas similares a las que tenía en vida. También es posible utilizar formaldehido al 4%; si bien este fijador se recomienda para muchos grupos de organismos, ya que suele preservar mejor los patrones de coloración, también inutiliza los ejemplares para su análisis molecular y suele afectar la conservación de estructuras calcificadas.
Los métodos básicos de conservación en líquido pueden no ser los más adecuados para algunos taxones, que requieren mantener ciertas estructuras de importancia taxonómica, que se preservan mejor en seco. Por ejemplo, los insectos lepidópteros pueden perder las escamas alares al desprenderse en el liquido, las que son importantes para determinar el patrón de coloración de las alas, un carácter de valor taxonómico.
Como contenedores para la conservación de especímenes en terreno, es recomendable utilizar frascos de tamaño adecuado, construidos en material plástico, pues son más resistentes a los golpes. Buenas alternativas son los tubos de polipropileno para centrifugado tipo eppendorf o mejor aun criotubos de tapa rosca, para el caso de especímenes pequeños y tubos falcon, en diferentes tamaños, para especímenes mas grandes; sin embargo es importante considerar que ellos tienen una vida útil limitada y sus tapas frecuentemente terminan agrietándose luego de algún tiempo sometidas al alcohol. No se recomienda el uso de frascos de vidrio en terreno, por el alto riesgo de quiebre. Para especímenes aun mayores, lo ideal es utilizar contenedores de gran tamaño, como bidones de tapa rosca o frascos conserveros; aunque también se puede usar temporalmente bolsas tipo zipper, pues su cierre hermético permite mantener especímenes en liquido mientras ellos son llevados al laboratorio, siempre que sean mantenidos correctamente, con suficiente liquido conservador y en una caja bien acolchada, para evitar el aplastamiento o destrucción mecánica. Por último, para especímenes conservados en seco, se recomienda el uso de cajas de cartón o bolsas zipper, mantenidas bien acolchadas dentro de un contenedor mayor, como las cajas dubai, que se fabrican en diferentes tamaños.
Colecta en ambientes acuáticos
Las especies que habitan en ecosistemas acuáticos, ya sea dulceacuícolas o marinos, en general son más difíciles de obtener, ya que suelen requerir de técnicas especiales, que permitan separar o filtrar los ejemplares. Las técnicas más frecuentes incluyen la recolección de sustratos o el uso de redes u otros dispositivos, que muchas veces, dependiendo de la profundidad, deben ser accionados desde embarcaciones. Un método mucho más selectivo e interesante es el uso de buceo autónomo, pues permite la observación directa de los organismos al momento de su recolección, lo que aporta información biológica adicional; sin embargo, tiene la limitante de que no permite alcanzar grandes profundidades o trabajar por periodos extensos de tiempo.
Colecta de sustratos
Muchos grupos de organismos son de tamaño pequeño o microscópico, razón por la cual son difíciles de recolectar individualmente. Sin embargo, estos taxones son generalmente los menos conocidos, por lo que suelen ser de mayor interés para los especialistas. La recolección de ejemplares pequeños, apropiados para estudio requiere de la obtención del sustrato en el que habitan, ya sea sedimentos, diversas estructuras que sirven de refugio (e.g. rocas, trozos de madera, etc.) u organismos a los que se asocian (e.g. macroalgas, invertebrados bentónicos sésiles, especies hospederas, etc.).
Estos sustratos se pueden obtener a través de extracción directa o por el uso de dispositivos especiales, como dragas o redes de fondo (véase sección siguiente). Es importante que cada muestra de sustrato obtenida sea etiquetada con la información de recolección y que sea procesada lo antes posible, para separar los organismos y prevenir su destrucción física por erosión mecánica con los sedimentos o su descomposición acelerada por las altas temperaturas que suelen alcanzar las muestras una vez extraídas. Además, se debe evitar dejar los organismos por mucho tiempo en el sustrato, debido a que los individuos de especies depredadoras pueden atacar y destruir a los individuos presa. Si las muestras deben permanecer algunas horas o más tiempo sin ser procesadas, se debe agregar fijador (e.g., alcohol al 70-96%, dependiendo del contenido de sedimento o materia orgánica; formaldehido 4%, considerando las desventajas de su uso).
Una técnica sencilla para la separación de los ejemplares en las muestras es el elutriado, que se realiza depositando el sustrato, lo más disgregado o desmenuzado posible, sobre una bandeja relativamente profunda, y realizando un lavado preliminar a través del que se van separando los especímenes que flotan o se desplazan junto con el liquido, los que deberán ser filtrados y almacenados en frascos con liquido conservante. Si luego de extraídos todos los ejemplares desprendidos del sustrato, se comprueba que todavía quedan especímenes adheridos, se debe agregar liquido conservante y esperar unos minutos, para continuar disgregando el sustrato lo más posible y repetir el proceso de elutriado. Finalmente, se puede realizar una inspección visual del sustrato, en busca de ejemplares de muy pequeño tamaño que podrían quedar en el sedimento del fondo de la bandeja, particularmente especímenes con caparazones relativamente pesados (e.g. pequeños moluscos), que a diferencia de otros invertebrados, no tienden a flotar en el liquido al ser agitados.
Uso de redes u otros dispositivos
En situaciones en que no es posible acceder directamente al sustrato, ya sea por la profundidad o por condiciones ambientales dificultosas (e.g. oleaje), se emplean dispositivos especiales para obtener los ejemplares, los que generalmente tienen la ventaja de que permiten estandarizar la superficie o área de muestreo, un aspecto muy importante cuando se espera realizar estudios ecológicos o estimaciones de la composición comunitaria o poblacional. Entre estos dispositivos se encuentran las dragas, empleadas para obtener una muestra del fondo en cuerpos de agua marinos o dulceacuícolas de tipo léntico (e.g. lagos o lagunas), desde una embarcación, o las redes surber, que se utilizan en ríos y riachuelos, permitiendo remover del fondo los especímenes, que son arrastrados y depositados por la corriente en el interior de la red.
Otro método, muy útil en ambientes intermareales es el uso de núcleos o cores, que son trozos de tubos de diámetro estándar, cerrados por un extremo, que se entierran en el sedimento, para extraer una muestra de él, que posteriormente es pasada por un tamiz con abertura de 0.5 a 1 mm, para eliminar la fracción de sedimento más fino y facilitar la posterior separación de los ejemplares, que generalmente se realiza bajo lupa.
En ambientes principalmente marinos también se pueden utilizar trineos epibentónicos, dispositivos provistos de una red, que al ser arrastrada por ciertos tramos, permiten obtener una muestra de las comunidades de organismos que habitan sobre la superficie del fondo o en los primeros centímetros de sedimento.
Para ambientes pelágicos, se utilizan redes de plancton, que deben ser arrastradas a determinadas velocidades, de manera que se mantengan a una profundidad constante, filtrando la columna de agua para extraer los organismos, generalmente microscópicos.
Por ultimo, se pueden usar trampas cebadas o nasas, que atraen y permiten la entrada de organismos carnívoros o carroñeros, pero que evitan su salida mediante un sistema de embudo. Con estas trampas es posible recolectar muestras numerosas de individuos, en su mayor parte crustáceos.
Colecta en ambientes terrestres
Los ambientes terrestres presentan varias ventajas para la recolección de especímenes, principalmente el fácil acceso y la posibilidad de realizar observaciones directas de las especies que se pretende colectar. Numerosas técnicas de muestreo han sido desarrolladas en función del hábitat que se desea estudiar o del taxón que se espera obtener. Cuando el objetivo es obtener especímenes de una especie en particular, podría ser suficiente con una búsqueda activa y dirigida, utilizando algunos implementos especiales en caso de ser necesario; pero si se espera obtener también información ecológica (e.g., estimaciones de riqueza, diversidad, abundancia, etc.), se pueden utilizar trampas u otros dispositivos de colecta.
Búsqueda activa
Para muchos invertebrados, uno de los métodos mas utilizados es la búsqueda activa en los hábitats apropiados. Este método requiere cierto conocimiento de los hábitos de la especie objetivo y algo de experiencia para detectar los individuos, que muchas veces pueden permanecer ocultos bajo refugios (e.g. troncos, rocas, cortezas, etc.) o se camuflan para pasar desapercibidos sobre el sustrato. Una vez detectado un individuo, este puede ser atrapado mediante el uso de pinzas, pinceles finos para especies muy pequeñas, o con un aspirador entomológico, que permite succionar el ejemplar a través de una manguera hacia el interior de un contenedor. Cuando los organismos se desplazan o escapan a gran velocidad (e.g., solífugos, arañas, etc.) puede ser útil emplear un vaso o frasco transparente para cortarles el paso antes de atraparlos y transferirlos al frasco contenedor.
Es importante, especialmente para especies depredadoras o agresivas, o para especies muy frágiles que podrían destruirse al moverse o aletear dentro del frasco, que los individuos sean eutanasiados inmediatamente, para prevenir sufrimiento innecesario o destrucción de ciertas estructuras frágiles, como antenas, alas o patas. Para estos efectos, los individuos se deben transferir directamente en alcohol al 70% o a frascos de matanza en seco. Estos frascos generalmente llevan alguna sustancia absorbente en el fondo (e.g., yeso, papel absorbente, etc.) sobre la que se agregan gotas de sustancias venenosas volátiles (e.g., acetato de etilo o bencina blanca). No se recomienda utilizar cianuro de potasio, por el alto riesgo de intoxicación.
El material conservado en alcohol al 70%, se puede mantener sin problemas sumergidos en el mismo contenedor; mientras que los ejemplares conservados en seco, se deben separar y almacenar en sobres de papel o en camas de algodón, manteniendo siempre la asociación con la información de recolección.
Uso de trampas y otros dispositivos
Algunos grupos de organismos pueden ser difíciles de atrapar debido a su capacidad de volar y moverse rápidamente. Esta fauna voladora puede ser colectada mediante el uso de redes entomológicas, que están hechas con visillo suave, adecuado para capturar especies muy frágiles, como mariposas o libélulas. El uso de esta herramienta requiere de cierta habilidad, pues se debe anticipar la trayectoria de vuelo del insecto, atraparlo con un desplazamiento rápido de la red y finalizar con un movimiento giratorio que permita envolver la red sobre si misma para cerrarla, manteniendo e inmovilizando al insecto atrapado dentro de ella. Una vez logrado lo anterior, el colector puede meter la mano dentro con cuidado, para traspasar el ejemplar al frasco con acetato de etilo.
Otro método para la recolección de especies voladoras es la trampa malaise, que consiste básicamente en una estructura de género y visillo similar a una carpa, con uno de sus extremos más alto y provisto de un frasco colector. Esta "carpa" está abierta por los costados y tiene una pared de malla en medio, para interceptar el paso de los insectos voladores, que al chocar comienzan a moverse hacia arriba, hasta entrar en el frasco colector. La trampa se puede instalar en senderos u otras rutas de vuelo de los insectos, para obtener una muestra bastante representativa de la fauna alada, principalmente moscas, avispas, abejas, entre otros.
Un instrumento muy útil para colectar especies que viven ocultas en el follaje de hierbas y arbustos es el paraguas entomológico, un rectángulo de genero blanco, sostenido por dos varas cruzadas, que se utiliza para recibir los ejemplares que caen al agitar el follaje mediante una tercera vara. Los individuos que caen sobre el paraguas deben ser atrapados mediante el uso de un aspirador entomológico o una pinza, dependiendo de su tamaño, fragilidad o de su velocidad de desplazamiento.
Otro hábitat interesante para la recolección de fauna es el suelo. Muchas especies que se encuentran allí son de tamaño muy pequeño y suelen llevar un estilo de vida críptico, por lo que se deben usar métodos especiales para su captura. Para las especies que se desplazan activamente sobre la superficie del suelo (e.g. escarabajos, arañas, etc.), se pueden emplear trampas barber o pitfall traps, que se construyen con vasos de plástico enterrado a nivel del suelo, sobre los que se agrega un poco de alcohol (1/3 de la profundidad del vaso), con unas gotas de detergente (para romper la tensión superficial y evitar el escape de los ejemplares) y un poco de sal (para evitar la evaporación excesiva). También se puede agregar sebos, como fruta fermentada, restos de carne o incluso fecas, para atraer ciertos tipos de invertebrados que se asocian a estos restos orgánicos. Estas trampas se pueden disponer en transectos y mantenerse por un par de noches durante las que colectarán todos los organismos que pasen sobre ellas. Finalizado el periodo de colecta, se debe recoger el contenido y conservarlo en frascos con alcohol fresco. Con este método se puede obtener una imagen bastante completa de la comunidad de organismos del suelo; sin embargo, es muy importante retirar todas las trampas una vez que se haya finalizado el muestreo, pues de otra forma estas continuarán colectando ejemplares permanentemente.
Una variante de la trampa de caída, empleada para organismos mas grandes como pequeños reptiles o anfibios, se puede construir usando baldes de 10 litros, sobre los que se puede poner un pequeño cerco, que permita una mayor área de acción. Esta versión de la trampa de caída no incluye liquido en su interior, pero se puede agregar estructuras que sirvan de refugio a los individuos.
Para especies pequeñas con menor capacidad de desplazamiento que permanecen constantemente ocultas bajo la hojarasca, se pueden emplear otras técnicas especiales. La más sencilla de ellas consiste en recolectar un poco de hojarasca, dispersarla sobre una sabana a la luz del sol y atrapar manualmente a los invertebrados cuando intentan escapar sobre la superficie blanca. Sin embargo, otro método más eficiente, consiste en tamizar la hojarasca para retirar grandes hojas o fragmentos de ramas y otros detritos, y transferir el material resultante a un embudo berlesse, que como su nombre indica, consiste en un embudo de metal con una rejilla sobre la que se deposita la hojarasca y una fuente de luz y calor sobre ella. De esta forma, los invertebrados irán profundizando en la hojarasca a medida que ella se deshidrata, para terminar cayendo al embudo, que se ubica sobre un contenedor con liquido conservante. De esta forma se pueden obtener ejemplares de muy pequeño tamaño, como ácaros, sínfilos, colémbolos y otros animales difíciles de colectar por otros métodos. Una alternativa para realizar este tipo de muestreos en terreno es el extractor winkler, que consiste en una bolsa de género dentro de la que se cuelga una malla con la muestra de hojarasca y se recibe los especímenes en la parte inferior, donde previamente se ha ubicado un frasco con alcohol. Este extractor se cuelga a través de una cuerda, para realizar la extracción durante un par de días a temperatura ambiente.
Muchos insectos nocturnos son atraídos por las luces durante la noche. Un efectivo método de muestreo de esta fauna es la trampa de luz, que consiste en una sabana extendida verticalmente mediante cuerdas, sobre la que se suspende una fuente de luz fría e idealmente también luz ultravioleta. Los individuos son atraídos a la luz y pueden ser recolectados cuidadosamente mientras están posados sobre la sabana. Más detalles sobre estos metodos pueden ser consultados en Gibb & Oseto (2019), Samways et al. (2010), entre otras referencias.
Otros aspectos importantes
Narcotización
Algunos organismos de cuerpo blando pueden sufrir grandes contracciones o deformaciones al ser eutanasiados, haciendo imposible su estudio y determinación taxonómica. Esta situación es frecuente en diversos grupos de gusanos, cnidarios, moluscos, pepinos de mar y otros taxones de cuerpo total o parcialmente contráctil. Para evitar este problema, los ejemplares deben ser narcotizados antes de su inclusión en el liquido fijador, mediante diversas técnicas. A continuación se mencionan solo las más frecuentemente empleadas o las mas sencillas:
Los organismos acuáticos se pueden mantener en un recipiente con agua obtenida en su hábitat, al que se agrega gota a gota, alcohol al 10%, hasta que los individuos dejan de responder a la estimulación, lo que puede ocurrir desde algunos minutos hasta varias horas (Lincoln & Sheals, 1979). Resultados similares pueden ser logrados con el uso de cristales de mentol, cloruro de magnesio, etc., mientras que una técnica más sencilla y útil durante trabajos de terreno, puede ser el uso de hojas de tabaco (Williams & Syoc, 2007).
Para las planarias terrestres se emplea la siguiente técnica: el individuo se deposita sobre una placa petri, donde se le deja desplazarse libremente, hasta que se encuentra totalmente extendido. En ese momento se agrega agua cercana a ebullición, para matar el individuo en una fracciones de segundo, manteniendo su forma. Luego de un minuto el agua se reemplaza con alcohol al 70% y se tapa la placa petri para permitir el fijado y estabilización del espécimen antes de su traspaso al contenedor donde será conservado (Carbayo, 2005).
Para lombrices y otros gusanos terrestres se puede emplear agua carbonatada (agua mineral con gas), donde luego de 5 minutos aproximadamente, los individuos estarán anestesiados y listos para ser transferidos al liquido conservante (Shannon et al., 2014).
Para moluscos gasterópodos terrestres, se ha recomendado mantenerlos en agua dentro de un contenedor lleno a tope y sellado herméticamente. Los individuos morirán completamente extendidos entre 24-48 horas (Sturm et al., 2006); sin embargo, este método tiene la desventaja de que el individuo podría descomponerse parcialmente si no se logra determinar el momento preciso para traspasarlo al liquido conservador.
Fijado y conservación
Para que los ejemplares colectados tengan el máximo potencial de usos y puedan ser conservados indefinidamente como parte de una colección biológica, ellos deben ser correctamente fijados, un proceso fundamental que consiste en la estabilización de las proteínas que constituyen los tejidos del ejemplar, apenas ocurrida la muerte, de manera que el individuo mantenga en algún grado la forma que tenía en vida (Lincoln & Sheals, 1979). Para la fijación se pueden emplear diferentes químicos —entre los más utilizados están el formaldehido y el alcohol—; sin embargo, todos ellos tienen ventajas y desventajas importantes, que se deben tener en consideración, dependiendo del tipo de organismo que será fijado y los principales objetivos de estudio (Reid, 1994).
El formaldehido, utilizado como solución al 4%, es un excelente fijador, que generalmente mantiene muy bien la estructura física de los ejemplares y puede preservar por largo tiempo los patrones de coloración en la mayor parte de los casos; sin embargo, tiene la desventaja de su alta toxicidad (es un agente cancerígeno, que debe ser usado con precaución), el riesgo de disolución de estructuras calcificadas (razón por la cual se le debe utilizar neutralizada) y la desnaturalización del ADN, que impide el uso de los especímenes para análisis moleculares.
Por otro lado, el alcohol es de inferior calidad como fijador, pues no fija completamente las grasas, que tienden a disolverse y precipita los ácidos nucleicos. Estas propiedades pueden ser una desventaja para ciertos tipos de análisis (e.g., estudios histológicos) y promueven la perdida de pigmentación, pero constituyen una gran ventaja al mantener la utilidad de los especímenes para análisis de ADN. Debido a que la fijación del alcohol se basa en la deshidratación de los tejidos, se recomienda utilizarlo con una concentración de entre 70-75%, pues concentraciones mayores tienden a dejar los especímenes muy rígidos y con estructuras pequeñas (e.g. patas o antenas quebradizas) frágiles y quebradizas. Sin embargo, para una preservación optima del ADN de los especímenes, se recomienda usar alcohol altamente concentrado, idealmente absoluto. Algunas desventajas adicionales del uso de alcohol, son la alta tasa de evaporación, que puede poner en riesgo la conservación de especímenes almacenados y la inflamabilidad, que se tornan importantes en colecciones de gran tamaño.
Cualquiera sea el fijador seleccionado, es necesario tener en consideración que el agente químico debe penetrar lo antes posible todos los tejidos del ejemplar. Cuando los individuos son de pequeño tamaño, esta penetración ocurre espontáneamente, mientras que en especímenes muy grandes o con tejidos gruesos, es importante inyectar fijador en las cavidades interna, utilizando una jeringa.
Luego de algunas horas o días desde la fijación de los especímenes, es frecuente que ellos liberen líquidos u otras sustancias internas, diluyendo la concentración del preservante y poniendo en riesgo la conservación del espécimen. Esta dilución puede ser identificada a través del cambio de color o por la turbidez del liquido preservante. Cuando eso ocurre, es importante renovar el liquido conservante y de esa forma, asegurar la conservación del espécimen hasta su llegada al laboratorio, donde se continuará con el proceso curatorial que permitirá asegurar su conservación definitiva.
Conservación en seco
Este es el método más antiguo de conservación. Es efectivo en numerosos grupos de organismos, como insectos, moluscos, equinodermos, aves, mamíferos, etc., en los que la eliminación del agua en los tejidos contribuye a prevenir el cambio químico y mantener las características físicas necesarias para estudio. Idealmente los especímenes deben ser montados apropiadamente (e.g. insectos pinchados, vertebrados eviscerados y descarnados) y sometidos a un ambiente con humedad ambiental relativamente baja. Durante el trabajo de terreno, los especímenes que serán conservados en seco deben almacenarse preliminarmente para asegurar su conservación hasta llegar al laboratorio, donde podrán ser procesado en detalle. Los insectos, se pueden mantener en sobres de papel, hasta que puedan ser rehidratados y montados apropiadamente; las conchas de moluscos o testas de equinodermos deben ser secadas preliminarmente, limpiadas y almacenadas en contenedores que eviten el aplastado. Para ejemplares que contienen tejidos frescos, se recomienda fijarlos preliminarmente por uno o dos días para luego someterlos a un proceso de secado; sin embargo, es importante nunca someter los individuos al sol directo. Por ultimo, para vertebrados, es necesario todo un tratamiento de las pieles y los órganos internos, por lo que para detalles remitimos a algún texto de taxidermia (por ejemplo, capítulos 21 y 22 de Knudsen, 1966).
Etiquetado
Un espécimen sin etiqueta pierde gran parte de su valor científico, prácticamente transformándose en un simple objeto de curiosidad; de ahí la importancia de mantener siempre la etiqueta asociada al ejemplar. Ocurre prácticamente lo mismo con etiquetas incompletas, como por ejemplo, las que registran apenas un nombre aislado, un código o un numero, sin indicaciones de donde obtener mayores detalles del evento de recolección.
Para el etiquetado, se recomienda la preparación de etiquetas de papel de algodón o papel vegetal, escritos con lápices indelebles, como tiralíneas, rapidograph o lápiz de grafito. Es importante asegurarse de utilizar el gramaje adecuado, ya que con papeles muy delgados (gramajes menores a 80 gr/m2) se corre el riesgo de tener roturas o desgarros, e incluso la desintegración total del papel debido al roce con los especímenes; mientras que con papeles muy gruesos (gramajes sobre 100 gr/m2), se podría arriesgar la destrucción de especímenes muy frágiles. Las etiquetas se deben incluir en el interior del contenedor, sumergidas en el liquido conservante y adosándose a la cara interna del frasco, con la información hacia afuera. Se debe evitar el uso de rotulados externos con lápices tipo plumón u otros marcadores, pues se corre el riesgo de que se borre la información, sobre todo cuando hay filtrado del alcohol, pues este puede disolver las tintas.
La información mínima que se debe registrar en las etiquetas es la siguiente:
- Nombre de la localidad, idealmente acompañada de la comuna, provincia y región.
- Coordenada geográfica, idealmente en formato decimal (pueden ser otros formatos, especificando los datos adicionales como la precisión en metros, el huso, etc.).
- Fecha de recolección (puede ser un rango de fechas).
- Nombre del colector (con el formato "Col. Nombre Apellido")
- Observaciones ecológicas generales (hábitat, microhabitat, patrones de coloración en vivo, observaciones etológicas, profundidad, altitud, etc.).
Otra información adicional del evento de muestreo (e.g. mediciones de parámetros ambientales o físicos, observaciones ecológicas detalladas, fotografías asociadas, etc.) puede ser registrada en notas de campo almacenadas en libretas o en planillas digitales. Es estos casos, la etiqueta asociada al ejemplar debe incluir un numero de campo o numero de terreno, que permita asociar al ejemplar con la información anexa registrada aparte. Estos números de campo también son importantes para reconstruir la muestra de organismos de diferentes taxones, obtenidos conjuntamente en un mismo evento de muestreo.
Libretas de campo
La recolección de un espécimen para su conservación como parte de una colección científica es un evento único e irrepetible, que debe ser documentado de la manera mas completa posible. Generalmente la información básica queda registrada en la etiqueta que se mantiene en todo momento junto al ejemplar, pero información mucho más detallada puede quedar registrada en una libreta de campo, que se asocia al espécimen a través de un numero de campo. Estas libretas deben ser de buena calidad, en lo posible con tapa dura, en un tamaño adecuado para su transporte en terreno y con hojas de papel grueso y libre de acido, para asegurar su conservación a largo plazo. Además, para el registro en ellas, se debe emplear lápices con tintas indelebles, que soporten las condiciones de terreno, especialmente lluvia o alta humedad.
Lo recomendable es que cada colector mantenga su propia libreta, y utilice un sistema de numeración propio, incluyendo un prefijo formado por las iniciales de su nombre, seguido de un numero correlativo. De esta forma, es posible reconocer el origen del numero de campo durante el proceso curatorial posterior de los ejemplares y saber a que libreta se debe recurrir para consultar la información detallada. Siempre se debe registrar el numero de campo en la etiqueta que se mantiene junto al ejemplar.
Tabla resumen de técnicas de conservación por taxón
Referencias
- Carbayo, F. (2005) Procedimentos de campo e laboratório para a caracterização das planárias terrestres neotropicais (Platyhelminthes: Tricladida). Caderno La Salle XI, Canoas, 1(2): 131-144. (PDF)
- Gibb, T.J. & C. Oseto (2019) Insect Collection and Identification, Techniques for the Field and Laboratory. 2nd Edition, Academic Press. 339 pp.
- Knudsen, J.W. (1966) Biological Techniques, Collecting, Preserving and Illustrating Plants and Animals. Harper & Row. 525 pp.
- Lincoln, R.J. & J.G. Sheals (1979) Invertebrate Animals, Collection & Preservation. British Museum, Cambridge University Press, 150 pp. (PDF)
- Reid, G. (1994) The preparation and preservation of collections. In: Stanfield, G., J. Mathias & G. Reid (Eds) Manual of Natural History Curatorship. Museums and Gallery Commission, HMSO Publications, London. 306 pp.
- Samways, M.J., M.A. McGeoch & T.R. New (2010) Insect Conservation, a Handbook of Approaches and Methods. Oxford University Press. 441 pp.
- Shannon, K.M., G.J. Gage, A. Jankovic, W.J. Wilson & T.C. Marzullo (2014) Portable conduction velocity experiments using earthworms for the collegeand high school neuroscience teaching laboratory. Advances in Physiology Education, 38(1): 1-9. (PDF)
- Sturm, C.F., R. Mayhew & B.R. Bales (2006) Field and laboratory methods in malacology. In: Sturm, C.F., T.A. Peace & A. Valdéz (Eds) The mollusks: a guide to their study, collection and preservation. American Malacological Society, Universal Publishers, 445 pp. (PDF)
- Williams, G.C. & R.J. Van Syoc (2007) Methods of Preservation and Anesthetization of Marine Invertebrates. In: Carlton, J.T. (ed) The Light and Smith Manual: intertidal invertebrates from central California to OregonEdition: 4th ed. (PDF)